Содержание энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови лабораторных мышей после введения метилфосфоновой кислоты

Актуальность исследования.

Исследование биохимических основ токсичности и устойчивости живых организмов к действию загрязняющих веществ очень важно для адекватной оценки возможных экологических последствий тех или иных антропогенных воздействий [115]. При этом важнейшее место принадлежит поиску биоиндикаторов загрязнения, изучению биохимических характеристик живых организмов и разработке оперативных методов экологического контроля и мониторинга состояния природной среды [7].

Эти вопросы особенно актуальны в настоящее время, когда в России реализуется федеральная целевая программа «Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации» [88], в рамках которой проводится уничтожение, в частности, таких фосфорорганических отравляющих веществ (ФОВ), как зарин, зоман и VX [120]. Известно, что данные соединения являются производными метилфосфоновой кислоты (МФК) [2, 4].

Принятая в настоящее время технология уничтожения ФОВ предусматривает, что одним из продуктов деструкции будет МФК и ее эфиры, достаточно устойчивые и реакционноспособные соединения [120, 173]. Процесс уничтожения химического оружия включает двустадийную технологию, системы фильтрации [91, 126] и построен таким образом, чтобы исключить попадание данных веществ в окружающую среду. Однако в случае внештатной ситуации, при попадании в биосферу, данные соединения могут вовлекаться в обмен веществ в живых организмах и влиять на их метаболизм. Изучение возможного влияния представляется весьма интересным и актуальным.

Известно, что фосфонаты лежат также в основе некоторых фосфорсодержащих пестицидов, применяемых в качестве гербицидов, дефолиантов, инсектицидов, зооцидов и фунгицидов [29, 71, 127, 148].

Многие фосфорорганические соединения (ФОС) обладают высокой токсичностью, которая объясняется угнетающим действием этих веществ на ферментные системы людей и животных [66, 112, 127]. Некоторые их них значительно угнетают активность холинэстеразы, которая играет важную роль в регуляции физиологических процессов организма [134]. ФОС также воздействуют на нервно-мышечные синапсы, печень, почки [8, 31], вызывают расстройства дыхания, могут изменять картину периферической крови [8, 20]. Степень интоксикации зависит от вида организма, времени воздействия, дозы, пути поступления, а также строения, экологической и физиологической избирательности ФОС [3, 59, 89, 90]. Например, некоторые ФОС, такие как тиофос и октаметил, при введении кроликам в дозах, не вызывающих видимых холинергических симптомов интоксикации, приводят к замедлению сердечной деятельности [41, 90]. Исследование влияния фосфорорганических пестицидов на иммунобиологическую реактивность крыс показало, что хлорофос при однократном воздействии в дозе 500 мг/кг и хроническом — на уровне малых доз (десятых и сотых долей от полулетальной дозы (ЛД50)) снижает факторы неспецифической защиты организма (активность лизоцима, уровень бета-лизинов, поглотительную и переваривающую способность нейтрофилоцитов) и угнетает функциональную активность иммунной системы [94].

Сложность и порой высокая стоимость химических анализов, а также тот факт, что некоторые вещества могут быть весьма токсичными уже при низких концентрациях и не фиксироваться известными приборами, обязывает вводить методы биотестирования в систему экологического мониторинга зоны защитных мероприятий объектов уничтожения отравляющих веществ, вести поиск биоиндикаторов и таких биохимических показателей живых организмов, с помощью которых можно оценить влияние загрязнения в биологических объектах на самой ранней стадии, когда они еще не приняли необратимого характера. Это имеет значимость как с точки зрения безопасности уничтожения ФОВ, так и с социальной стороны [6, 126].

Несмотря на важные достоинства, биологические методы оценки загрязнения окружающей среды пока ограничено используются службами экологического контроля, так как среди известных и утвержденных методов оценки для практических целей может быть применено достаточно малое число приемов, позволяющих быстро и количественно оценить величину токсического действия на тест-организмы, особенно при низких концентрациях загрязняющих веществ. Кроме того, методы биотестирования и биомониторинга зачастую не дают ответа, на какие конкретно субстраты и ферментные системы живого организма действуют загрязняющие вещества. В литературе практически отсутствует информация о влиянии метилфосфонатов на метаболизм животных организмов. Существуют отдельные исследования влияния МФК на показатели обмена белков [57]. В то же время вопрос о возможном воздействии метилфосфонатов на показатели углеводного обмена, необходимые для энергообеспечения организма, пока остается неизученным.

Поэтому исследование изменений биохимических показателей, в частности, показателей углеводного обмена у теплокровных животных, в ответ на воздействие специфических загрязняющих веществ (на примере метилфосфоната) является актуальным.

Цель исследования.

Выявить влияние МФК на содержание энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови после подкожного введения лабораторным мышам.

Задачи исследования.

1. Определить срок максимального изменения значений биохимических показателей углеводного обмена лабораторных мышей в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы животного.

2. Изучить показатели углеводного обмена при подкожном введении различных доз МФК и определить дозы, оказывающие наибольшее влияние.

3. Определить временной промежуток, необходимый для нормализации биохимических показателей лабораторных мышей после однократного подкожного введения МФК в высокой и низкой дозе.

4. Отметить наиболее информативные биохимические показатели углеводного обмена, которые могут являться индикаторами воздействия МФК на живой организм.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. МФК оказывает влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. Максимальное изменение большинства изученных показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы животного наблюдается через 72 часа.

2. МФК обладает дозозависимым эффектом. Подкожное введение.

•э.

МФК в дозе 10″ мг/кг через 72 часа вызывает гипоксическое состояние.

19 организма, а в дозе 10'" мг/кг МФК — активацию механизма адаптации организма к гипоксии. Через 18 суток после введения различных доз МФК самкам лабораторных мышей наблюдается нормализация биохимических показателей углеводного обмена.

Объекты исследования.

Работа выполнена на базе лаборатории биохимии клинико-экспериментального научного отдела ФГБУ «Российского научного центра „Восстановительная травматология и ортопедия“ им. акад. Г. А. Илизарова» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации и Межрегиональной лаборатории экотоксикологии Регионального центра по обеспечению государственного экологического контроля и мониторинга объектов по хранению и уничтожению химического оружия по Курганской области (РЦ СГЭКиМ). Объектом исследования являлись белые лабораторные мыши линии СВА. Материалом исследования служили мышечная ткань, печень, сыворотка крови. В ходе выполнения исследования применялись биохимические и статистические методы. На проведение экспериментальных исследований получено разрешение комитета по этике при ФГБУ «РНЦ „ВТО“ им. акад. Г. А. Илизарова» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации. Содержание животных и эвтаназию осуществляли в соответствии с требованиями Европейской конвенции по защите экспериментальных животных, «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (приложение к приказу Минздрава СССР от 12.08.1977 № 755), требованиями инструкции № 12/313 Министерства здравоохранения РСФСР «Санитарные правила по устройству, оборудованию и содержанию экспериментальных биологических клиник» от 06.02.73 г. [70, 99, 100, 117].

Научная новизна исследования.

Впервые исследовано влияние МФК на показатели углеводного обмена лабораторных мышей.

Впервые проведено изучение зависимости время — эффект для показателей углеводного обмена в ответ на введение МФК в дозе 2 мг/кг. Выявлено, что максимальные отличия показателей наблюдаются через 72 часа после введения.

Впервые изучены изменения показателей углеводного обмена в ответ на введение различных доз МФК. Обнаружено, что введение лабораторным мышам высокой (10″ мг/кг) дозы МФК вызывает гипоксическое состояние.

Т 9 организма, а в ответ на введение низкой (10″ мг/кг) дозы МФК наблюдается активация механизмов адаптации организма к гипоксии.

Впервые определено, что нормализация показателей углеводного обмена происходит к 18-м суткам после однократного введения МФК.

Впервые обнаружены половые различия показателей углеводного обмена в ответ на введение МФК — у самок введение МФК оказывает большее влияние на содержание продуктов гликолиза, а у самцов — на содержание гликогена в тканях.

Практическая значимость исследования, область внедрения.

Проведенное исследование позволило получить новые знания о влиянии метилфосфоновой кислоты на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей.

Выявлены наиболее информативные показатели углеводного обмена, которые могут быть использованы в целях экологического мониторинга за состоянием теплокровных животных в зонах расположения опасных химических производств, в т. ч. объектов уничтожения оружия с фосфорорганическими отравляющими веществами.

Результаты проведенного исследования использовались для разработки аттестованной в Межрегиональной лаборатории экотоксикологии РЦ СГЭКиМ по Курганской области «Методики выполнения измерений биохимических показателей в плазме (сыворотке) крови мелких теплокровных животных фотометрическим методом», свидетельство об аттестации ФГУП «УНИИМ» № 224.11.03.052/2009 от 17.06.2009 г. и «Методики измерений активности ферментов в плазме (сыворотке) крови мелких теплокровных животных фотометрическим методом» свидетельство об аттестации ФГУП «УНИИМ"№ 224.0477/01.258/2011 от 29.11.2011 г.

Результаты работы будут представлять несомненный интерес для лабораторий биомониторинга и биотестирования, экотоксикологии РЦ СГЭКиМ по Курганской области, а также для аналогичных лабораторий РЦ СГЭКиМ Кирова, Ижевска, Саратова, Пензы. Кроме того, разработанные методы будут представлять практический интерес для природоохранных организаций разного уровня, в дальнейшем могут стать основой для их внедрения в систему государственного экотоксикологического контроля и использоваться при определении класса опасности токсичных отходов производства и потребления согласно СП 2.1.7.1386−03.

Материалы работы используются в курсе лекций по химико-аналитическому контролю качества окружающей среды, спецкурсах по биохимии, химии окружающей среды и химической экспертизе для студентов факультета естественных наук Курганского государственного университета.

Апробация работы и публикация результатов исследования.

Материалы диссертационного исследования доложены: на региональной конференции молодых ученых, посвященной году молодежи в России «Молодежный научный потенциал в инновационном развитии Уральского региона» (Курган, 2009) — на VII Всероссийской научно-практической конференции «Проблемы региональной экологии в условиях устойчивого развития» (Киров, 2009) — на региональной молодежной научно-практической конференции с международным участием «Экологобезопасные и ресурсосберегающие технологии и материалы» (Улан-Удэ, 2010, 2011) — на всероссийской молодежной научной конференции с международным участием «Биология будущего: традиции и инновации» (Екатеринбург, 2010) — на международной конференции «Антропогенная трансформация природной среды» (Пермь, 2010) — на VIII Всероссийской научно-практической конференции «Современные проблемы биомониторинга и биоиндикации» (Киров, 2010).

По теме диссертации опубликовано 24 печатные работы, из которых 1 монография и 7 статей в изданиях, рекомендуемых ВАКом для публикации результатов кандидатских диссертаций.

Объем и структура работы.

Диссертация состоит из введения, 3 глав, заключения, выводов, списка литературы, включающего 199 источников: из них 131 — отечественные, 68 -зарубежныеизложена на 125 страницах машинописного текста, включает 33 таблицы, 45 рисунков. Диссертационное исследование выполнено по плану НИР ФГБУ «РНЦ „ВТО“ им. акад. Г. А. Илизарова», номер госрегистрации 0120.802 849.

выводы.

1. МФК оказывает влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. Наиболее значительные изменения, особенно у самок, были выявлены через 72 часа после подкожного введения МФК в дозе 2 мг/кг: обнаружено увеличение содержания пирувата в сыворотке крови в 1,9 раза и снижение содержания гликогена мышц в 4,8 раза, т. е. наблюдалась активация процессов углеводно-энергетического обмена с целью адаптации организма к гипоксии.

2. МФК обладает дозозависимым эффектом. Установлено, что у самцов и самок лабораторных мышей введение высокой (10″ 3 мг/кг) дозы МФК вызывает гипоксию: уровень гликогена в тканях понижается в 1,5−2,8 раза, содержание лактата в сыворотке крови повышается в 1,4−1,7 разаа в ответ на.

12 введение низкой (10″ мг/кг) дозы МФК наблюдается активация механизмов адаптации к гипоксии: уменьшение в 2,8−3,5 раза суммарного содержания продуктов гликолиза в сыворотке крови, повышение у самцов уровня гликогена в печени в 1,4 раза, в мышцах в 2,3 раза, тенденция к повышению уровня гликогена в мышцах у самок.

3. Возврат к нормальным значениям биохимических показателей углеводного обмена самок после однократного введения МФК в высокой.

3 12.

10″ мг/кг) и низкой (10″ мг/кг) дозах происходит к 18-м суткам эксперимента.

4.

Введение

МФК у самцов оказывает большее влияние на содержание гликогена в тканях, а у самок — на содержание продуктов гликолиза в крови. Определение данных показателей может быть рекомендовано в качестве критериев оценки воздействия МФК на углеводный обмен теплокровных организмов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В настоящее время фосфорорганнческне соединения широко используются в технике, быту, сельском хозяйстве и медицине [29, 84, 111, 160]. Важными представителями ФОС являются фосфоновые кислоты, которые встречаются как в составе продуктов бытовой, сельскохозяйственной и фармацевтической химии [71, 82, 118, 158], так и в составе продуктов деструкции фосфорорганических отравляющих веществзарина, зомана, VX [2, 4, 126, 173].

В 1997 г. вступила в силу «Конвенция о запрещении разработки, производства, накопления и применения химического оружия и о его уничтожении», которую подписали и ратифицировали более 180 стран, в т. ч. Россия и США [53, 86]. В 1997 г. в России был принят Федеральный закон «Об уничтожении химического оружия» [87], а в настоящее время реализуется федеральная целевая программа «Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации» [88].

В результате деструкции ФОС образуются метилфосфонаты, вещества с меньшей токсичностью, но длительной устойчивостью к разложению в почве [39, 191]. Конечным продуктом гидролиза таких ФОВ, как зарин, зоман и VX, является метилфосфоновая кислота [2, 4, 126]. Кроме того, фрагмент МФК входит в состав некоторых фосфорсодержащих пестицидов, применяемых в качестве гербицидов (в т.ч. распространенного «Раундапа», действующим веществом которого является глифосат), инсектицидов, акарицидов, регуляторов роста растений [71, 127, 148, 149].

Многие ФОС обладают токсическим действием, связанным с угнетением холинэстеразы, которая играет важную роль в регуляции физиологических процессов организма [26, 40, 66, 78, 134, 161, 166]. ФОС также воздействуют на нервно-мышечные синапсы, печень, почки, вызывают расстройства дыхания, могут изменять картину периферической крови [8, 20, 31]. Известно, что новорожденные и молодые животные как правило более чувствительны к воздействию ФОС, чем половозрелые [3, 90, 175]. Отмечено, что из всех исследованных химических групп пестицидов только к фосфорорганическим веществам выявлены половые различия — как правило, более чувствительны самки, чем самцы [3, 59, 90, 138]. Например, токсичность паратиона для крыс самцов была в 6 раз ниже, чем для самок. В основном, подобные особенности объясняются различиями гормонального статуса животных и состоянием монооксигеназной системы [90, 107].

Согласно некоторым исследованиям [183, 191], МФК имеет низкую токсичность для млекопитающих и водных организмов, ее ЛД50 при пероральном введении мышам составляет более 5000 мг/кг. Также известно, что МФК обладает раздражающим действием для глаз и кожи человека [183, 191, 192]. Несмотря на устойчивость МФК к действию многих факторов окружающей среды (гидролиз, фотолиз, термическое воздействие) [39, 183, 191], есть сведения о микроорганизмах, способных разлагать фосфонаты [21, 54, 55]. Как показано в исследованиях Огородниковой С. Ю. [72, 92, 93], МФК при относительно высокой ее концентрации влияет на важнейшие процессы жизнедеятельности (такие как рост, накопление биомассы, фотосинтез, дыхание и тепловыделение) и вызывает окислительный стресс у ряда культурных и дикорастущих растений. Кроме того, под влиянием МФК происходит изменение в численности, видовом и групповом составе фототрофных микробных комплексов почвы. Согласно данным Серебряковой H.H. [110], МФК в сравнительно высоких концентрациях вызывает стрессовые реакции в форме нарушения физиологических и биохимических процессов мхов (подавление уровня флуоресценции хлорофилла, синтезе и накопление каротиноидов и малонового диальдегида).

При этом очень мало данных о влиянии МФК на живой организм. В исследованиях Корепина A.M. [57] установлено, что введение лабораторным мышам МФК в различных дозах оказывает влияние на процессы перекисного окисления белков и содержание маркеров эндогенной интоксикации в крови.

Тем не менее, возможное влияние МФК (особенно в малых дозах) на другие биохимические показатели организма пока мало изучено.

Поэтому целью настоящего исследования являлось изучение влияние МФК на содержание некоторых энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови после подкожного введения лабораторным мышам.

Экспериментальные исследования проведены на белых лабораторных мышей линии СВА с применением биохимических и статистических методов. Материалом для исследования служили мышечная ткань, печень, сыворотка крови.

Исходя из задач исследования, все лабораторные мыши были разделены на четыре серии.

В первую серию вошли здоровые интактные белые лабораторные мыши линии СВА (20 самцов и 20 самок).

Вторая серия (130 самцов и 130 самок) была создана с целью выявления срока максимального изменения биохимических показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы тела. Показатели углеводного обмена лабораторных мышей определялись через 12, 24, 48, 72, 96 и 120 часов после введения.

Третья серия (80 самцов и 80 самок) была создана с целью выявления «дозозависимого эффекта» при подкожном введении растворов МФК в дозах 103, 10″ 6, 10″ 9, 10″ 12, 10″ 15 и 10″ 18 мг/кг массы животного. Показатели углеводного обмена лабораторных мышей определялись через 72 часа после введения МФК.

Четвертая серия (120 самок) была сформирована с целью определения срока нормализации биохимических показателей углеводного обмена после подкожного введения высокой (10″ 3 мг/кг) и низкой (10″ 12 мг/кг) дозы МФКчерез 3, 6, 12, 18, 30 суток.

По полученным в результате анализа показателей углеводного обмена референтной группы мышей данным были обнаружены достоверные половые различия в содержании гликогена в печени, КрФ в скелетных мышцах и активности ЛДГ в сыворотке крови, а также половые различия в корреляционных зависимостях между содержанием энергетических субстратов в скелетных мышцах и печени здоровых лабораторных мышей. Принимая во внимание данные особенности, эксперимент по изучению влияния МФК на показатели углеводного обмена проводился на самках и самцах лабораторных мышей.

При установлении срока максимального изменения показателей углеводного обмена лабораторных мышей после подкожного введения МФК в дозе 2 мг/кг было выяснено, что наибольшее изменение большинства показателей наблюдается через 72 часа эксперимента.

При этом была обнаружена интересная особенность: динамика изменения содержания гликогена в печени опытных групп самцов и самок была одинаковой. Уровень гликогена печени лабораторных мышей опытных групп изменялся по типу синусоиды с точкой минимума через 72 часа после введения МФК в дозе 2 мг/кг (88% у самцов и 69% у самок относительно контрольных групп) и точками максимума через 24 и 96 часов (140% и 145% у самцов и 126% и 137% у самок соответственно). В изменении относительного содержания гликогена мышц самцов также прослеживалась определенная динамика: значительное увеличение в течение первых 3-х суток после введения МФК в дозе 2 мг/кг — с 32% до 268% относительно контроля, а затем уменьшение содержания гликогена мышц до 165% через 120 часов эксперимента. Таким образом, изменение содержания гликогена в тканях имело определенные половые различия, возможно связанные с различной гормональной регуляцией адаптации организма мышей в ответ на введение МФК в дозе 2 мг/кг. Так, у самцов преобладали процессы образования гликогена в тканях, а у самок — процессы распада. У самок наблюдалась схожая динамика изменения содержания гликогена в печени и мышцах, у самцов такой зависимости обнаружено не было. В целом, введение МФК в дозе 2 мг/кг оказывало большее влияние на содержание гликогена в тканях самцов лабораторных мышей (по сравнению с самками).

Наблюдаемая нами динамика изменения содержания креатинфосфата и креатина, а также их соотношения и суммарного содержания в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг позволяла сделать вывод о перераспределения равновесия в системе КрФ-^->Креатин в сторону расхода энергии.

Согласно полученным нами данным, активность КК в сыворотке крови опытной группы самок и самцов имела схожую динамику изменений после введения МФК в дозе 2 мг/кг: наблюдалось повышение активности относительно контроля с 24 до 96 часов (соответственно с 40% до 133% у самок и с 24% до 136% у самцов) и нормализация через 120 часов. При этом у самцов отмечено значительное повышение (в 2,1 раза относительно контроля) активности КК через 12 часов эксперимента, в то время как у самок на данное время достоверных отличий не обнаружено.

Как у самцов, так и у самок преобладала тенденция к повышенному содержанию пирувата в сыворотке крови. Тем не менее для самок наблюдалось более значительное повышение: так, через 72 часа эксперимента содержание ПВК сыворотки крови у самок составило 186% (р=0,1) относительно контроля, а у самцов 124% (р=0,1). В целом, это говорит об активности процессов гликолиза.

Активность ЛДГ сыворотки крови после введения МФК в дозе 2 мг/кг значительно не менялась: у самок наблюдалось понижение через 48 часов (на 27% относительно контроля), а повышение — через 72 часа (на 8% относительно контроля), у самцов — повышение через 72 и 120 часов эксперимента (на 18% и 17% соответственно).

Проведенный анализ полученных данных выявил, что через 72 часа после введения МФК в дозе 2 мг/кг массы тела у самок лабораторных мышей наблюдалась активация процессов углеводно-энергетического обмена. Так, был выявлен сдвиг равновесия в системе креатин"->креатинфосфат в сторону образования креатинфосфата. Кроме того, наблюдалась активация гликогенолиза и гликолиза, что приводило к значительному уменьшению содержания гликогена в тканях (на 31% в печени и 79% в мышцах) и повышению содержания пирувата (на 86%) в сыворотке крови.

В свою очередь, у самцов лабораторных мышей через 72 часа эксперимента было обнаружено понижение (на 12%) содержания гликогена в печени с одновременным увеличением содержания пирувата (на 24%) в сыворотке крови. При этом в скелетных мышцах преобладало запасание субстратов энергетического обмена: наблюдалось значительное накопление (в 2,7 раза по сравнению с контролем) гликогена в скелетных мышцах и тенденция к образованию креатинфосфата из креатина.

При изучении биохимических показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение различных доз МФК были получены следующие данные.

При введении всех изученных доз МФК в диапазоне от 2 до 10″ 18 мг/кг у самок опытной группы наблюдалось понижение содержания гликогена печени (максимально на 60% относительно контроля при введении МФК в дозе 10″ 9 мг/кг). У самцов опытной группы в диапазоне доз от 2 до 10″ 9 мг/кг также наблюдалось понижение содержания гликогена печени (максимально на 23% относительно контроля при введении МФК в дозе 10″ 9 мг/кг), а при введении МФК в дозах 10″ 12 и 10″ 15 мг/кг наблюдалось повышение содержания гликогена печени (на 37% и 55% относительно контроля соответственно). Подобная ситуация наблюдалась и в изменении содержания гликогена мышц. Так, у самок наблюдалось достоверное снижение уровня гликогена мышц относительно контроля при введении всех изучаемых доз МФК (максимально на 79% при введении МФК в дозе 2 мг/кг) — у самцов содержание гликогена мышц было понижено (на 33%) только при введении МФК в дозе 10″ 3 мг/кг, а при введении в дозах 2, 10″ 9 и 10″ 12 мг/кгзначительно превышало значения контроля (в 2,1−2,7 раза). Полученные данные позволяют сделать вывод о возможной активации процессов гликогенолиза у самок.

Также нами было обнаружено, что введение лабораторным мышам различных доз МФК оказывает большее влияние на содержание креатина, чем КрФ. Кроме того, было отмечено, что в основном данные показатели изменялись у самцов, а наибольшее влияние на данные метаболиты.

О 1 о оказывало введение МФК в дозах 10 и 10 мг/кг массы тела.

При изучении активности КК и ЛДГ сыворотки крови была обнаружена следующая зависимость от пола особей: у самок введение различных доз МФК оказывает большее влияние на активность КК, а у самцов — на активность ЛДГ. При этом активность КК у лабораторных мышей опытных групп была понижена по сравнению с контролем: у самок.

1 ^ в диапазоне вводимых доз от 2 до 10″ мг/кг (на 23−33%), а у самцов при.

— 5 /Г введении в дозах 10″ и 10″ мг/кг МФК (на 30% и 32% соответственно). В то же время активность ЛДГ при введении МФК в различных дозах повышалась по сравнению с контролем, что можно объяснить активацией гликолитических процессов.

Анализ изменений концентраций лактата и пирувата в сыворотке крови лабораторных мышей у опытных групп относительно контроля при понижении вводимой дозы МФК выявил сходную динамику изменений для о данных показателей. Так, при введении МФК в дозах 2 и 10″ мг/кг МФК содержание лактата в сыворотке крови было повышено (максимально на 67% у самок и на 42% у самцов при введении МФК в дозе 10″ 3 мг/кг), а при введении меньших доз — понижено относительно контроля.

Введение

МФК в дозе 10″ 18 мг/кг достоверных отличий в содержании лактата не вызывало. Одновременно, уровень пирувата в сыворотке крови опытных групп также был повышен относительно контроля при введении МФК в дозе 2 мг/кг (на 86% у самок и на 24% у самцов). При уменьшении дозы до 10″ 3 мг/кг значения уже достоверно не отличались от контрольных. При введении остальных доз наблюдалось достоверное понижение содержания ПВК в сыворотке крови опытных групп относительно контроля, максимально при введении МФК в дозе 10″ 12 мг/кг: до 34% у самок и 41% у самцов. Проведенный анализ изменения отношения лактата и пирувата (МК/ПВК), а также их произведения (МК*ПВК) с целью определения интенсивности и направленности процесса гликолиза выявил, что при введении МФК в дозах 2 и 10″ 3 мг/кг массы тела наблюдалось накопление продуктов гликолиза, при понижении вводимой дозы — их расход. Изменение соотношения МК/ПВК соответствует о перераспределении анаэробных и аэробных процессов в сторону преобладания анаэробных, особенно в области низких доз.

В результате проведенных исследований влияния различных доз МФК на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей было выявлено наибольшее влияние введения МФК в дозах 10″ 3 и 10″ 12 мг/кг. л.

При введении МФК в дозе 10″ мг/кг, возможно, вследствие активации гликогенолиза, наблюдалось снижение содержания гликогена в тканях: в печени на 43% и 14%, в мышцах на 64% и 33% у самок и самцов соответственно. У самок лабораторных мышей уровень креатинфосфата имел тенденцию к понижению, а содержание креатина повышалось, вследствие чего происходило повышение суммарного содержания данных метаболитов в тканях, а соотношение КрФ/Креатин понижалось. У самцов же значения креатина не отличались от контрольных, а содержание креатинфосфата в скелетных мышцах понижалось, следствием чего стало снижение как суммарного показателя, так и соотношения данных метаболитов. Это говорило о возможном распаде части креатинфосфата до креатинина. В целом данные указывают на активизацию катаболических процессов у лабораторных мышей в ответ на введение МФК в дозе 10″ 3 мг/кг. Учитывая, что уровень ПВК в сыворотке крови не отличался от контрольных значений, а содержание МК было повышено (на 42% у самцов и на 67% у самок), можно сделать вывод, что происходила активация анаэробного гликолиза. Накопление лактата также повышало соотношение МК/ПВК (в 1,4 раза у самцов, в 1,9 раза у самок), что возможно свидетельствовало о некоторой степени гипоксии.

При подкожном введении МФК в дозе 10″ 12 мг/кг наблюдались уже более значительные половые отличия. Так, у самок содержание гликогена мышц опытной группы уже достоверно не отличалось от контрольной группы, хотя уровень гликогена в печени еще оставался пониженным (на 38%), а у самцов наблюдалось увеличение содержания гликогена в тканях (в печени на 37%, в мышцах на 129%). Следовательно, у самок преобладали процессы распада гликогена, а у самцов — его образования. При этом как у самок, так и у самцов наблюдалось значительное уменьшение содержания продуктов гликолиза: суммарное содержание уменьшилось в 3,6 раза у самок и в 2,9 раза у самцов, в основном за счет понижения содержания пирувата (на 66% у самок и на 59% у самцов). Возможно, это свидетельствует об активации глюконеогенеза. В то же время соотношение МК/ПВК оставалось повышенным, особенно у самок (в 2,1 раза). Содержание креатина и креатинфосфата увеличивалось (сильнее у самок) относительно контроля, за счет чего возрастало и их суммарное содержание, а соотношение не менялось.

Проведенное исследование показало, что введение МФК в дозе.

10″ мг/кг наибольшее влияние оказывает на биохимические показатели углеводного обмена самок. У самцов восстановление исходного уровня метаболитов происходит быстрее, наблюдается активация механизмов адаптации к гипоксии.

В процессе установления временного промежутка, необходимого для нормализации показателей углеводного обмена самок лабораторных мышей после однократного введения МФК в дозах 10″ 3 и 10″ 12 мг/кг, было обнаружено, что при введении высокой (10″ 3 мг/кг) дозы МФК уровень гликогена в тканях нормализуется к 18-м суткам эксперимента, а при введении низкой дозы (10″ 12 мг/кг) — уже к 12-м суткам. При этом пониженное (на 38−43%) содержание гликогена в печени через трое суток после введения МФК восстанавливалось к 6-м суткам эксперимента до уровня контрольных значений, хотя через 12 суток после введения МФК в дозе 10″ мг/кг снова наблюдалось небольшое, но достоверное понижение содержания гликогена в печени. Уровень гликогена в мышцах после о введения МФК в дозе 10″ мг/кг оставался ниже контрольных значений в течение первых 6-и суток эксперимента, а в дозе 10″ 12 мг/кг — наоборот, наблюдалась тенденция к повышенному содержанию гликогена в мышцах.

Содержание креатина и креатинфосфата в скелетных мышцах самок в проведенном эксперименте полностью восстанавливалось к 18-м суткам эксперимента. Было отмечено, что после введения МФК в дозе 10″ 3 мг/кг уровень креатина был повышен только через трое суток, а уровень КрФ наоборот, оставался ниже контрольных значений вплоть до 12-х суток эксперимента. При введении МФК в дозе 10″ 12 мг/кг через трое суток мы наблюдали повышение содержания как креатина, так и креатинфосфата. Через 6 и 12 суток эксперимента уровень креатинфосфата был понижен, в то время как содержание креатина уже достоверно не отличалось от контрольных значений, что приводило к понижению соотношения КрФ/Креатин, а также их суммарного содержания.

После введения самкам лабораторных мышей МФК как в высокой.

3 12.

10″ мг/кг), так и в низкой (10″ мг/кг) дозах, через трое суток активность КК была понижена, а активность ЛДГ — повышена, но уже через 6 суток активность данных ферментов восстанавливалась до уровня контрольных значений.

Содержание продуктов гликолиза (МК и ПВК) полностью восстанавливалось к 18-м суткам. При этом были выявлены следующие особенности: при введении МФК в дозе 10″ 3 мг/кг через 3 и 6 суток в сыворотке крови самок опытной группы наблюдалось накопление лактата, через 12 суток — уменьшение его содержанияпри этом относительное содержание пирувата достоверно не менялось.

Введение

МФК в дозе.

10″ мг/кг понижало содержание продуктов гликолиза в сыворотке крови через 3 и 12 суток, а через 6 суток наблюдалось их накопление.

Проведенный нами анализ биохимических показателей углеводного обмена самок в остром эксперименте после однократного введения МФК в.

3 12 высокой (10° мг/кг) и низкои (10″ «мг/кг) дозах обнаружил, что изменения проявлялись вплоть до 12 суток эксперимента. Тем не менее, к 18-м суткам происходила полная нормализация всех показателей.

Таким образом, проведенные исследования показали, что метилфосфоновая кислота в различных дозах и при различной длительности эксперимента оказывает достоверное влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. При этом отмеченные изменения являются обратимыми.