Бакалавр
Дипломные и курсовые на заказ

Специфичность встраиваний P элемента в локус генов бтш70 D. melanogaster и влияние инсерций на функционирование этих генов

Диссертация: Специфичность встраиваний P элемента в локус генов бтш70 D. melanogaster и влияние инсерций на функционирование этих генов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В промоторных областях были зарегистрированы «горячие точки» встраиваний конструкции EPgy2 — положения -96, -97 от старта транскрипции генов бтшЮ, что связано с особенностями структуры этой области промотора. Проведены эксперименты по исследованию влияния инсерций в гены бтшЮ на уровне целого организма: обнаружена лучшая выживаемость мух при средних ТШ и незначительная задержка развития… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Белки и гены теплового шока: общая характеристика
      • 1. 1. 1. Гены теплового шока
      • 1. 1. 2. Основные семейства БТШ
      • 1. 1. 3. Механизмы регуляции ответа на тепловой шок
    • 1. 2. Структура кластера генов бтш70 у Diptera
    • 1. 3. Мобильные элементы как возможный фактор эволюции генов ТШ
    • 1. 4. Особенности Р элемента и его использование в инсерционном мутагенезе
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Линии Drosophila
    • 2. 2. Модель генетического анализа
    • 2. 3. Выделение геномной ДНК из мух
    • 2. 4. Гибридизация геномной ДНК по Саузерну
    • 2. 5. ПЦР-анализ
    • 2. 6. Выделение фрагментов ДНК
    • 2. 7. Секвенирование ДНК
    • 2. 8. Количественный ПЦР-анализ в реальном времени (qRT-PCR) 43 2.9 Выделение мРНК из мух и ее анализ методами электрофореза и Нозерн-гибридизации
    • 2. 10. Лигирование фрагментов ДНК
    • 2. 11. Трансформация компетентных клеток Е. col
    • 2. 12. Выделение плазмидной ДНК
    • 2. 13. Одномерный электрофорез белков
    • 2. 14. Вестерн-блоттинг
    • 2. 15. Двумерный электрофорез белков
    • 2. 16. Включение метионина- S в белки слюнных желез Drosophila
    • 2. 17. Определение термоустойчивости мух
    • 2. 18. Определение фертильности трансгенных мух 48 2.19 Иммунофлуоресцентное окрашивание транскрипционых факторов 48 2.20. Статистическая обработка данных
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Характеристика системы скрещиваний для получения инсерций конструкции на основе Р элемента в гены бтшЮ методом Р-инсерционного мутагенеза
    • 3. 2. Идентификация инсерций EPgy2 методом Саузерн-блот анализа 53 3.3 Точная локализация полученных инсерций EPgy
    • 3. 4. Влияние инсерций EPgy2 на уровень транскрипции бтшЮ
    • 3. 5. Анализ синтеза БТШ70 в трансгенных линиях
    • 3. 6. Анализ инсерций EPgy2, сопровождающихся перестройками геномной ДНК
    • 3. 7. Базальная и индуцированная термоустойчивость трансгенных линий
    • 3. 8. Определение плодовитости потомства трансгенных линий
    • 3. 9. Вклад нмБТШ в термоустойчивость
  • 4. ВЫВОДЫ

Специфичность встраиваний P элемента в локус генов бтш70 D. melanogaster и влияние инсерций на функционирование этих генов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Понимание молекулярных механизмов, лежащих в основе формирования адаптации организмов к воздействиям внешней среды — перепадам температуры, в частности, тепловому шоку (ТШ), химическим реагентам, инфекциям и т. д. — представляет значительный интерес для современной биологии. Наиболее универсальной генетической защитной системой, найденной у всех изученных на сегодняшний день организмов, является система генов теплового шока. Кодируемые ими белки теплового шока (БТШ) выполняют в клетке функции молекулярных шаперонов, предотвращая денатурацию и агрегацию белков. Считается, что главную защитную функцию выполняет высококонсервативное семейство генов, кодирующих белки теплового шока массой 70 кДа (БТШ70). Гены теплового шока очень чувствительны к любым изменениям, затрагивающим их структуру, — мутации, делеции, инсерции мобильных элементов чаще всего негативно сказываются на функционировании этих генов. Соответственно, в большинстве случаев изменения, затрагивающие гены бтшЮ, элиминируются естественным отбором, а их высокая консервативность поддерживается механизмом внутрии межлокусной конверсии (Ish-Horowicz D., 1981).

Одним из вопросов, привлекающих исследователей, является рассмотрение закономерностей эволюции этого семейства. В литературе накоплено много данных, свидетельствующих о том, что эволюция системы генов бтш70 могла идти как путем увеличения числа генов (Гарбуз Д.Г., 2002), так и путем инактивации некоторых их копий вследствие внедрения мобильных элементов (МЭ) (Lerman D., 2003; Zatsepina OG., 2001). Некоторые исследования указывают на то, что МЭ неслучайно перемещаются по геному в процессе транспозиции. Имеются данные, что гены бтшЮ, в особенности их регуляторные зоны, являются «горячими точками» при транспозиции МЭ из-за конститутивно деконденсированного состояния хроматина таких районов ДНК.

В данной работе была предпринята попытка ответить на вопрос — являются ли гены бтшЮ «горячими точками» инсерций МЭ. Исследовали перемещение конструкции EPgy2, полученной на основе Р элемента, на модельной системе D. melanogaster. Выявление мест встраиваний и оценка влияния МЭ на функционирование генов бтшЮ позволяет изучить возможный путь эволюции основной защитной системы организмов, а также установить роль мобильных элементов в процессах микроэволюции и адаптации. Р элемент является одним из наиболее хорошо изученных эукариотических транспозоновв ряде работ используется его способность перемещаться в близкорасположенные сайты с увеличением числа копий и сохранением стартового элемента. Такие особенности локальных перемещений можно использовать in vivo для получения транспозиций в гены бтш70 методом Р-инсерционного мутагенеза. Целью данной работы было: выявление специфичности встраивания Р элемента в локус, кодирующий белки БТШ70 у дрозофилыисследование влияния инсерций Р элемента на функционирование генов бтш1§рассмотрение роли различных семейств генов ТШ в адаптации к гипертермии. В соответствии с целями были поставлены следующие задачи:

1) Разработать экспериментальный подход для регистрации и точной локализации инсерций конструкции на основе Р элемента (EPgy2) в район генов, кодирующих БТШ70 Drosophila melanogaster.

2) Локализовать инсерции EPgy2.

3) Исследовать влияние инсерций EPgy2 на функционирование генов бтшЮ на уровне транскрипции и трансляции.

4) Рассмотреть влияние инсерций EPgy2 в гены бтиПО на термоустойчивость и плодовитость потомства трансгенных линий.

5) Изучить вклад низкомолекулярных белков теплового шока (нмБТШ) в формирование термоустойчивости на примере трансгенных линий и представителей других видов Drosophila.

4. ВЫВОДЫ.

1. Выявлено, что промоторы генов бтшЮ являются предпочтительной областью встраивания конструкции EPgy2.

2. В промоторных областях были зарегистрированы «горячие точки» встраиваний конструкции EPgy2 — положения -96, -97 от старта транскрипции генов бтшЮ, что связано с особенностями структуры этой области промотора.

3. Установлено, что инсерции EPgy2 в промотор генов бтшЮ приводят к снижению уровня синтеза мРНК бтшЮ и белка БТШ70.

4. Проведены эксперименты по исследованию влияния инсерций в гены бтшЮ на уровне целого организма: обнаружена лучшая выживаемость мух при средних ТШ и незначительная задержка развития трансгенных линий.

5. Изучена роль нмБТШ в термоустойчивости у различных видов дрозофилы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Л.А., Ратнер В. А., Бубенщикова Е. В. Стрессовая индукция транспозиций ретротранспозонов дрозофилы: реальность явления, характерные особенности и возможная роль в быстрой эволюции// Генетика, 1997. Т 33(8), С1083−1093
  2. Д.Г., Молодцов В. Б., Великодворская В. В., Евгеньев М. Б., Зацепина О. Г. Эволюция ответа на тепловой шок внутри рода Drosophila! I Генетика, 2002. Т 38(8) С 1097- 1109
  3. Н.Б., Богачева Н. В., Марстон С. Б. Структура и свойства малых белков теплового шока (slisp) и их взаимодействие с белками цитоскелета// Биохимия, 2002. Т 67 (5) С 613−623
  4. М. Б., Шейнкер В. Ш., Левин А. В. Молекулярные механизмы адаптации к гипертермии у высших организмов. I. Синтез белков теплового шока в клетках культуры различных видов шелкопряда и гусеницах. // Молекулярная биология, 1987. Т 21, С 484 -494
  5. М. Б., Мнджоян Е. И., Зеленцова Е. С., Шостак Н. Г., Лёзин Г. Т., Великодворская В. В., Полуэктова Е. В. Мобильные элементы и видообразование// Молекулярная биология, 1998. Т 32(1), С 184−192
  6. Е. Р., Евгеньев М. Б. Тепловой шок у дрозофилы и регуляция активности генома// Молекулярная биология, 1984. Т 20, С 142 185
  7. .А., Гужова И. В. Белки стресса в эукариотической клетке// Цитология, 2000. Т 42(4), С 323 342
  8. X. А., Каррыева Б. Ч., Караев К. Стрессовые белки и адаптация// Ашхабад, «Ылым», 1993.212с.
  9. М.А. Элементарная обработка результатов эксперимента: Учебное пособие. //Изд-во Нижегородского госуниверситета, 2002. 108 с.
  10. ТМ. Как клетки защищаются от стресса?// Генетика, 2002. Т 38(4), С 437−452
  11. В.Ю., Гарбуз Д. Г., Евгеньев М. Б., Зацепина О. Г. Низкомолекулярные белки теплового шока и адаптация к гипертермии у разных видов Drosophilall Молекулярная биология, 2006. Т 40(2), С 271−276
  12. Aguilar-Mahecha A, Hales BF, Robaire В. Expression of stress response genes in germ cells during spermatogenesis // Biol Reprod. 2001- V 65(1), P 119−27
  13. Anxolabehere D. P transposable element in Drosophila melanogaster. horizontal transfer // С R Seances Soc Biol Fil., 1992. V 186(6) P 641−55
  14. Arhipova I.R., Lyubomirskaya N.V., Ilyin Y.V. Drosophila retrotransposones// Austin, Texas, 1995: R.G. Landes company. 134 p.
  15. Ayme A, Tissieres A. Locus 67B of Drosophila melanogaster contains seven, not four, closely related heat shock genes // EMBO J., 1985 T 4, VI1, P 2949 2954
  16. Bailey J.A., G. Liu and E.E. Eichler. An Alu transposition model for the origin and expansion of human segmental duplications// American Journal of Human Genetics, 2003. V 73, P 823−834
  17. Balakrishnan K., A. De Maio. hsp70 binds it’s own messenger RNA as part of gene expression self-limiting mechanism // Cell stress& Chaperones, 2006. VI1 (1)
  18. Becker J., and E. A. Craig. Heat-shock proteins as molecular chaperones// European Journal of Biochemistry, 1994. V 219, P 11−23
  19. Beckmann Richard P., Lovett Michelle, William J. Welch. Examining the Function and Regulation of HSP70 in Cell Subjected to Metabolic Stress// The Journal of Cellular Biology, 1992. T117(6), P 1137−1150
  20. Bellen H., C. J. O’Kane, C. Wilson, U. Grossniklaus, R.K. Pearson, W.J. Gehring. P-element mediated enhancer detection: a versatile method to study development in Drosophila! I Genes Dev., 1989. V 3, P 1288−1300
  21. Bettencourt BR, Feder ME. Hsp70 duplication in the Drosophila melanogaster species group: how and when did two become five?// Mol Biol Evol., 2001. T 18, V7, P 1272 1282
  22. Bettencourt B.R., and M.E. Feder 2002a. Rapid concerted evolution via gene conversion at the Drosophila hsp70 genes // Journal of Molecular Evolution, V 54, P 569−586
  23. Bettencourt B. R., I. Kim A., A. Hoffmann and M, E. Feder, 20 026. Response to natural and laboratory selection at the Drosophila hsp70 genes// Evolution, V 56, P 1796−1801
  24. Bienz M., H.Pelham. heat shock regulatory elements function as an inducible enhancern in the Xenopus hsplO gene and when United to a heterologous promoter// Cell, 1986. V 45, P 753 -760
  25. Bingam P.M., Kidwell M.G., Rubin G.M. The molecular basis of P-M hibrid dysgenesis: the role of the P-element, P-strain specific transposon family. // Cell, 1982. V 29, P 995−1004
  26. Boutanaev A. M., A. I. Kalmykova, Y. Y. Shevelyou and D. I. Nurminsky. Large clusters of co-expressed genes in the Drosophila genome! Nature, 2002. V 420, P 666−669
  27. Bucheton A., Busseau I., Teninges D. I elements in Drosophila melanogaster! I Mobile DNAII, 2002, P. 796−812
  28. Bush KT, Goldberg AL, Nigam SK. Proteasome inhibition leads to a heat-shock response, induction of endoplasmic reticulum chaperones, and thermotolerance// J. Biol Chem., 1997. V 272(14), P 9086−92
  29. Busseau I.A., Pelisson A., Bucheton A. I elements of Drosophila melanogaster generate specific chromosomal rearrangements during transposition// Mol. Gen. Genet., 1989. V 218 (2) P 222−228
  30. Cervera J. Induction of self-tolerance and enhanced stress protein synthesis in L-132 cells by cadmium chloride and by hyperthermia// Cell Biol Int Rep., 1985. V 9(2), P131−41
  31. Chen Q, Ma E, Behar KL, Xu T, Haddad GG. Role of trehalose phosphate synthase in anoxia tolerance and development in Drosophila melanogaster! I J. Biol. Chem., 2002. T 277, V5, P3274 3279
  32. Chomczynski P. and Sacchi N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction// Anal. Biochem., 1987. V 162, P 156−159
  33. Chun-Yang Fan et al. Mechanisms for regulation of hsplO function by hspAO// Cell stress&Chaperones, 2003. V 8 (4), P 309−316
  34. Clark Jonathan B, Pyong C. Kim, and Margaret G. Kidwell Molecular Evolution of P Transposable Elements in the Genus Drosophila III. The melanogaster Species Group //Mol. Biol. Evol., 1998. V 15(6), P 746−755
  35. Cooley L, Kelley R, Spradling A Insertional mutagenesis of the Drosophila genome with single P elements//Science, 1988. V 239(4844), P 1121−8
  36. Corces V., Holmgren R., Freund R., Morimoto R. and Meselson M. Four heat shock proteins of Drosophila melanogaster coded within a 12-kilobase region in chromosome subdivision 67B// Proc. Nati. Acad. Sci. USA, 1980. V 77(9), P 5390−5393
  37. Coveny Angela M, 1 Tammy Dray 1,2 and Gregory B. Gloor3The Effect of Heterologous Insertions on Gene Conversion in Mitotically Dividing Cells in Drosophila melanogaster //Genetics, 2002. V 161, P 249−258
  38. Daborn P. J, J. L. Yen, M. R. Bogwitz, G. Le Goff, E. Feil et al. A single P450 allele associated with insecticide resistance in Drosophila! I Science, 2002. V 297, P 2253−2256
  39. Daniels SB, Chovnick A P element transposition in Drosophila melanogaster. an analysis of sister-chromatid pairs and the formation of intragenic secondary insertions during meiosis.//Genetics, 1993. V 133(3), P 623−36
  40. Delmas F, Trocheris V, Murat J.-C. Expression of stress proteins in cultured HT29 human cell-line- a model for studing environmental aggression// Int. J. Biochem. Cell Biol, 1995. V 27, P 385 391
  41. Dix DJ. HsplO expression and function during gametogenesis// Cell Stress Chaperones, 1997. V2(2), P.73−77
  42. Dooha Kim et al. A Constitutive Heat Shock Element-binding Factor Is Immunologically Identical to the Ku Autoantigen.// The Journal of Biological Chemistry, 1995. V 270(25), P 15 277- 15 284
  43. Dreher D, Vargas J. R, Hochstrasser D, Junod A.F. Effects of oxidative stress and Ca2+ antagonists on molecular chaperones in human umbilical vein endothelial cells// Electrophoresis, 1995. V 16(7), P 1205−14
  44. Drnevich JM, Reedy MM, Ruedi EA, Rodriguez-Zas S and Hughes KA. Quantitative evolutionary genomics: differential gene expression and male reproductive success in Drosophila melanogaster! Proc. R. Soc. Lond, 2004. P 2267−2273
  45. Evgen’ev MB., Zelentsova H., Mnjoian L., Poluectova H., Kigwell M.G. Invasion of Drosophila virilis by the Penelope transposable element// Chromosoma, 2000. V 109, P 350 -357
  46. Evgen’ev MB, Kolchinski A, Levin A, Preobrazhenskaya AL, Sarkisova E. Heat-shock DNA homology in distantly related species of Drosophilall Chromosoma, 1978. T 68(4), P 357 -365
  47. Evgen’ev MB., Zatsepina OG., Garbuz D, Lerman D., Velikodvorskaya V, Zelentsova E, Feder ME. Evolution and arrangement of the hsplO gene cluster in two closely related species of the virilis group of Drosophila //Chromosoma, 2004. V 113(5), P 223−32
  48. Farkas G. et al. Chromatin organization and transcriptional control of gene expression in Drosophilall Gene, 2003. T 253, P 117−136
  49. Feder M. E. and Hofmann G. E. Heat-Shock Proteins, Molecular Chaperones, and the Stress Response, Evolutionary and Ecological Phisiology // Annual Review of Physiology, 1999. T 61, P 243−282
  50. Feder ME, Hofmann GE. 1998. Evolutionary and ecological physiology of heat-shock proteins and the heat-shock response: a comprehensive bibliography, http ://www. annure v. org/sup/material .htm
  51. Feder ME, Blair N, Figueras H. Natural thermal stress and heat-shock protein expression in Drosophila larvae and pupae// Funct. Ecol., 1997. V 11, P 90−100
  52. Fernandes M, Xiao H, Lis JT. Fine structure analyses of the Drosophila and Saccharomyces heat shock factor-heat shock element interactions// Nucleic Acids Res., 1994. V 22, P 167−73
  53. Frydman Judith. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones// Annu. Rev. Biochem, 2001. T 70, P 603 649
  54. Gabai V.L., Sherma M.Y. Molecular biology of thermoregulation: interplay between molecular chaperones and signaling pathways in survival of heat shock// J. Appl. Physiol, 2002. V 92, P 1743−1748
  55. Gebauer Mathias, Matthias Zeiner and Ulrich Gehring. Interference between proteins Hap46 and Hop/p60, which bind to different domains of the molecular chaperone hsplQ/hsclQH Mol. Cell. Biol., 1998. V 18 (11), P 6238 6244
  56. Georgel P.T. Chromatin potentiation of the hsplO promoter is linked to GAGA-factor recruitment // Biochem. Cell Biol., 2005. V 83, P 555−565
  57. Georgiev GP. Mobile genetic elements in animal cells and their biological significance//Eur J Biochem., 1984. V 145(2), P 203−20
  58. Gilmour D. S., G. H. Thomas and S. C. Elgin. Drosophila nuclear proteins bind to regions of alternating С and T residues in gene promoters// Science, 1989. V 245, P 1487−1490
  59. Gloor Gregory В., Jessica Moretti, Joanne Mouyall and Katherine J. Keeler2Distinct P-Element Excision Products in Somatic and Germline Cells of Drosophila melanogaster// Genetics, 2000. V 155, P 1821−1830
  60. Golovnin A, Georgieva S, Hovhannisyan H, Barseguyan K, Georgiev P. P element-mediated duplications of genomic regions in Drosophila melanogaster 11 Chromosoma, 2002. V 111(2), P 126−138
  61. Gong W. J., and K. G. Golic Genomic deletions of the Drosphila melanogaster HsplQ genes// Genetics, 2004. V 168, P 1467−1476
  62. Hahn JS, Hu Z, Thiele DJ, Iyer VR. Genome-Wide Analysis of the Biology of Stress Responses through Heat Shock Transcription Factor// Mol Cell Biol, 2004. V 24(12), P 52 495 256
  63. Hartl D. L, Lohe A. R, Lozovskaya E.R. Regulation of the transposable element mariner// Genetica, 1997. V 100, P 177−184
  64. Jachansan Amin, R. Nestril, P. Schiller, M. Dreano, R. Voellmy. Organization of the Drosophila melanogaster hsplO regulation unit// Mol. Cell. Biol, 1987. V 7(3), P 1055 1062
  65. Jachansan Amin, Jayakumar Ananthan, R. Voellmy. Key features of Heat Shock Regulatory Elements// Molecular and Cell Biology, 1988. V 8(9), P 3761 3769
  66. Kapitonov V. V., and J. Jurka Molecular paleontology of transposable elements in the Drosophila melanogaster genome// Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2003. V 100, P 6569−6574
  67. V. L., О. V. Preobrazhenskaya and A. D. Mirzabekov. Chromatin structure of hsplO genes, activated by heat shock: selective removal of histones from the coding region and their absence from the 5' region// Cell, 1984. V 36, P 423−431
  68. Kazazian H.H. Mobile elements: Drivers of genome evolution// Science, 2004. V 303, P 1626−1632
  69. Kidwell M. G., Damon R. Lisch Transposable elements as sources of genomic variation// in Mobile DNAII, edited by N.L. Craig et. al., 2002. ASM Press, Washington
  70. Kidwell M. G., Kidwell J. F., Sved J.A. Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. a syndrome of abberant traits including mutation, sterility and male recombination// Genetics, 1977. V 36, P 813−833
  71. Kidwell M. G. The evolutionary history of the P family of transposable elements// J. Heredity, 1994. V 85, P 339−346
  72. Kidwell M. G. Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. The relationship between the P-M and I-R interaction systems// Genet. Res., 1979. V 33, P 105−117
  73. Konstantopoulou I, Nikolaidis N, Scouras ZG. The hsplO locus of Drosophila auraria (montium subgroup) is single and contains copies in a conserved arrangement// Chromosoma, 1998. T 107, V 8, P 577−586
  74. Mccollum A., E. Ganko, P. Barrass, J. Rodriguez and J. Mcdonald. Evidence for the adaptive significance of an LTR retrotransposon sequence in a Drosophila heterochromatic gene// BMC Evolutionary Biology, 2002, 2:5
  75. McGarry, Т. J. and Lindquist, S. The preferential translation of Drosophila hsplO mRNA requires sequences in the untranslated leader// Cell, 1985. V 42, P 903−911
  76. Marchler G, Wu C. Modulation of Drosophila heat shock transcription factor activity by the molecular chaperone DROJ1 //EMBO J, 2001. V 20(3), P 499−509
  77. Marsano, R. M, R. Caizzi, R. Moschetti and N. Junakovic. Evidence for a functional interaction between the Baril transposable element and the cytochrome P450 cypl2a4 gene in Drosophila melanogaster 11 Gene, 2005. V 357, P 122−128
  78. Maside X, Bartolome C, Charlesworth B. S-element insertions are associated with the evolution of the HsplO genes in Drosophila melanogaster/У Curr. Biol, 2002. T 12, V 19, P 1686- 1691
  79. Mehlen P, Schulze-Osthoff K, Arrigo A.P. Small stress proteins as novel regulators of apoptosis. Heat shock protein 27 blocks Fas/APO-1- and staurosporine-induced cell death// J Biol Chem, 1996. V 271(28), P 16 510−16 514
  80. Michaud S, Marin R, Westwood JT, Tanguay RM. Cell-specific expression and heat-shock induction of Hsps during spermatogenesis in Drosophila melanogaster/ /J Cell Sci, 1997. V 110, P 1989−97
  81. Molecular Chaperones and the Heat Shock Response. Cold Spring Harbor, New York, 1998. 299p.
  82. Morimoto Richard, Tissieres Alfred, Georgopoulos Costa. The Stress Response, Function of the Proteins, and Perspectives// Stress Proteins in Biology and Medicine, Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1990. P. 1 32
  83. Morrow G, Heikkila JJ, Tanguay RM. Differences in the chaperone-like activities of the four main small heat shock proteins of Drosophila melanogaslerll Cell Stress Chaperones, 2006.1. V 11(1), P 51−60
  84. Nacheva, G. A., D. Y. Guschin, О. V. Preobrazhenskaya, V. L. Karpov, К. K. Ebralidze et al. Change in the pattern of histone binding to DNA upon transcriptional activation // Cell 1989.1. V 58, V 27−36
  85. Nakai, M.Tanabe. HSF4, a new member of the human Heat Shock Factor family which lacks properties of a transcriptional activator// Molecular and cellular biology, 1997. VI. P. 469 -481.
  86. Nassif N W.R. Engels DNA homology requirements for mitotic gap repair in Drosophilall Proc. Nati. Acad. Sci. USA, 1993. V 90, P 1262−1266
  87. Nassif N, J. Penney, S. Pal, W.R. Engels and G.B. Gloor. Efficient Copying of Nonhomologous Sequences from Ectopic Sites via P-Element-Induced Gap Repair// Mol and Cell Biol., 1994. V 14 (3), P 1613−1625
  88. Nelson R. John, Thomas Ziegelhoffer, Charies Nicolet, Margaret Wemer-Washburne, and Elizabeth A. Craig. The Translation Machinery and 70kd Heat Shock Protein Cooperate in Protein Synthesis// Cell, 1992. V 71, P 97 105
  89. Neupert Walter, Franz-Ulrich Hartl, Elizabeth A. Craig, and Nikolaus Pfanner. How Do Polypeptides Cross the Mitochondrial Membranes? // Cell, 1990. V 63, P 447 450
  90. Norris Carol E., Philip J. dilorio, R. Jack Schultz, and Lawrence E. Hightower. Variation in Heat Shock Proteins within Tropical and Desert Species of Poeciliid Fishes// Mol. Biol. Evol., 1995. V 12(6), P 1048- 1062
  91. O’Brien, Lis J.T. RNA polymerase II pauses at the 5'-end of the transcriptionally induced Drosophila hsp70 genet I Mol. Cell. Biol., 1991. V 11 (10), P 5285−5290
  92. O’Brien Т., R. C. Wilkins, C. Giardina and J. T. Lis. Distribution of GAGA protein on Drosophila genes in vivo// Genes & Dev., 1995. V 9, P 1098−1110
  93. O’Farrell P.H. High resolution two-dimentional electrophoresis of proteins.// J. Biol. Chem., 1975. V 250, P 4007−4021
  94. O’hare, K., and G. M. Rubin. Structures of P-Transposable Elements and Their Sites of Insertion and Excision in the Drosophila melanogaster Genome.// Cell, 1983. V 34, P 25−35
  95. Ohno A., Miller E., Fraek M., Rucker S., Beck F.-x., Thurau K. Ketoconazole inhibits organic osmolyte efflux and induces heat shock proteins in rat renal medulla. 1996// Kidney Intern. 50: 110- 118
  96. Patriarka E. J., Maresca B. Acquired thermotolerance following hsp synthesis prevents impairment in mithohondria ATP-ase activity at elevated temperatures in Saccharomyces cerevisiae// Exp. Cell. Res., 1990. V 190, P 57−64
  97. Petrov D., Schutzman J., Hartl D., Losovskaya E.R. Diverse transposable elements are mobilized in hybrid dysgenesis in Drosophila virilis// Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995. V 92, P 8050−8054
  98. Pile Lori A. and David A. Wassarman Localizing transcription factors on chromatin by immunofluorescence // Methods, 2002. V 26, P 3 9
  99. Pinsker W, Haring E, Hagemann S, Miller WJ. The evolutionary life history of P transposons: from horizontal invaders to domesticated neogenes // Chromosoma, 2001. V 110 (3), P 148−58
  100. Quesneville H, Anxolabehere D. A simulation of P element horizontal transfer in Drosophila //Genetica, 1997. V 100(1−3), P 295−307
  101. Rabindran К Sridhar, Haroun J Raymond, Clos Joachim, Wisnievski Jan. Regulation of Heat Shock Factor trimer formaion: role of the conserved leucine zipper// Science, 1993. T 259, P 230−234
  102. Rio D.C. P Transposable Elements in Drosophila melanogaster! I Mobile DNA II, 2002, chapter 21. P 484- 518
  103. Robertson Hugh M, Christine R. Preston, Randall W. Phillis, Dena M. Johnson-Schlitz, Wendy K. Bern and William R. Engels. A Stable Genomic Source of P Element Transposase in Drosophila melanogaster// Genetics, 1988. V 118, P 461−470
  104. Rubin DM, Mehta AD, Zhu J, Shoham S, Chen X, Wells QR, Palter KB. Genomic structure and sequence analysis of Drosophila melanogaster HSC70 genes// Gene, 1993. T 128, V 2, P 155−163
  105. Russnak RH, Candido EP. Locus encoding a family of small heat shock genes in Caenorhabditis elegans: two genes duplicated to form a 3.8-kilobase inverted repeat// Mol. Cell. Biol, 1985. T 5, V 6, P 1268- 1278
  106. Sambrook J, Frisch EF, Maniatis T. Molecular cloning. A laboratory manual. 1989// New York, Cold Spring Harbor Press
  107. Sanchez Y, Taulien J, K. A. Borkovich and S. Linquist. Hspl04 is required for tolerance to many forms of stress// The EMBO journal, 1992. V 11 (6), P 2357 2364
  108. Sanchez Y, Parsell DA, Taulien J, Vogel JL, Craig EA, Lindquist S. Genetic evidence for a functional relationship between Hspl04 and Hsp70// J Bacteriol, 1993. V 175 (20), P 64 846 491
  109. Schlenke, T. A, and D. J. Begun. Strong selective sweep associated with a transposon insertion in Drosophila simulans //Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2004. V 101, P 1626−1631
  110. Schirmer EC, Glover JR., Singer MA, LindquistS. HSP100/Clp proteins: a common mechanism explains diverse functions// Trends Biochem Sci., 1996. V 21(8), P 289 296
  111. Shopland L.S., Hirayoshi K., Fernandes M., Lis J.T. HSF access to heat shock elements in vivo depends critically on promoter architecture defined by GAGA-factor, TFIID, and RNA-polymerase II binding sites// Genes Dev., 1995. V 9 (22), P 2756−2769
  112. Silbermann R and Tatar M. Reproductive costs of heat shock protein in transgenic Drosophila melanogaster I I Evolution, 2000. V 54, P 2038−2045
  113. Spradling, A. C., D. Stern, A. Beaton, E. J. Rhem, T. Laverty et al. The Berkeley Drosophila Genome Project gene disruption project: single P-element insertions mutating 25% of vital Drosophila genes// Genetics, 1999. V 153, P 135−177
  114. Terlecky S. R., Chiang H. L., Olson T. S., Dice J. F. Protein and Peptide Binding and Stimulation of In Vitro Lysosomal Proteolysis by the 73-kDa Heat Shock Cognate Protein// The Journal of Biological Chemistry, 1992. T 267, V 13, P 9202 9209
  115. Timakov В., X. Liu, I. Turgut and P. Zhang Timing and Targeting of P-Element Local Transposition in the Male Germline Cells of Drosophila melanogaster! I Genetics, 2002. V 160, P 1011−1022
  116. Tower, J., G. H. Karpen, N. Craig and A. C. Spradling. Preferential transposition of Drosophila P elements to nearby chromosomal sites.// Genetics, 1993. V 133, P 347−359
  117. Tsukiyama, Т., P. B. Becker and C. Wu. ATP-dependent nucleosome disruption at a heat-shock promoter mediated by binding of GAGA transcription factor //Nature, 1994. V 367, P 525−532
  118. Tsuno K., Yamaguchi O. Chromosomal rearrangement In (2)TY and linkage maps of the second chromosome of Drosophila virilis! Jpn. J. Genet., 1991. V 66, P 49−58
  119. Uma S, Thulasiraman V, Matts R. L. Dual Role for HSC70 in the Biogenesis and Regulation of the Heme-regulated Kinase of the Alpha Subunit of Eukaryotic Translation Initiation Factor 111 Molecular and Cellular Biology, 1999. T 19, V 9, P 5861 5871
  120. Udvardy, A, E. Maine and P. Schedl. The 87A7 chromomere. Identification of novel chromatin structures flanking the heat shock locus that may define the boundaries of higher order domains //J Mol Biol, 1985. V 185, P 341−358
  121. Ulmasov KA, Shammakov S, Karavaev K, Evgen’ev MB. Heat shock proteins and thermoresistance in lizards// Proc Natl Acad Sci USA, 1992. V 89, P 1666 1670
  122. Viera J, Viera C. P, Hartl D. L, Losovskaya E.R. Factors contributing to the hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilisll Genet Res, 1998. V 71, P 109−117
  123. Vogel JL, Parsell DA, Lindquist S. Heat-shock proteins Hspl04 and Hsp70 reactivate mRNA splicing after heat inactivation// Curr Biol. 1995, V 5(3), P 306−17
  124. Weber JA, Taxman DJ, Q. Lu and Gilmour DS. Molecular architecture of the hsplO promoter after deletion of the TATA box or the upstream regulation regionII Molecular and Cellular Biology, 1997. V17, P 3799 3808
  125. Wu C. Heat Shock Transcription Factors: Structure and Regulation// Annual Review of the Cellular and Development Biology, 1995. V 11, P 441 469
  126. Xing, H. Y., D. С. Wilkerson, С. N. Mayhew, E. J. Lubert, H. S. Skaggs et al. Mechanism of hsplOi gene bookmarking //Science, 2005. V 307, P 421−423
  127. Xu Y, Lindquist S. Heat-shock protein hsp90 governs the activity of pp60v-src kinase// Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993. V 90 (15), P 7074 7078
  128. Yang S.-H., Hussenzweig A., Li L. et al. Modulation of thermal induction of hsplO expression by Ku autoantigen or its individual subunits// Mol. Cel. Biol., 1996. T 16, V 7, P 3799−3806
  129. Yanhong Shi, Morimoto R. Molecular chaperones as HSF 1-specific transcriptional repressors// Genes and Development, 1998. T 12, P 654 666
  130. Zelentsova E., Poluectova PI., Mnjoian L., Lyozin G., Veleikodvorskaja V., Zhivotovsky L., Kigwell M.G., Evgen’ev MB. Distribution and evolution of mobile elements in the virilis species group of Drosophilall Chromosoma, 1999. V 108 (7), P 443 456
  131. Zhang, P., and A. C. Spradling. Efficient and dispersed local-element transposition from Drosophila females// Genetics, 1993. V 133, P 361−373
  132. Zhong M., Orosz, A. and Wu, C. Direct sensing of heat and oxidation by Drosophila heat shock transcription factor// Mol. Cell, 1998. V 2, P 101−108
  133. Zhong M., Kim, S.-Y. and Wu, C. Sensitivity of Drosophila heat shock transcription factor to low pH// J. Biol. Chem., 1999. V 274, P 3135−3140
Заполнить форму текущей работой

Сдать сессию!