Бакалавр
Дипломные и курсовые на заказ

Характеристика биогенеза rasiPHK в герминальной ткани Drosophila melanogaster

Диссертация: Характеристика биогенеза rasiPHK в герминальной ткани Drosophila melanogaster
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

РЕЗУЛЬТАТЫ4. 1. Сравнение закономерностей процессинга rasiPHK и siPHK in vivo. Иммунопреципитация коротких молекул РНК, взаимодействующих с Agol, Aubergine и PIWI. Модификация 3' конца rasiPHK. Список сокращений. Выводы. Гены, необходимые для биогенеза rasiPHK. Апробация работы. Биологическая роль miPHK. Продукция терминальных клонов, гомозиготных по мутации в гене dicer-1, с помощью митотической… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
    • 1. 1. Актуальность проблемы
    • 1. 2. Задачи исследования
    • 1. 3. Научная новизна результатов исследования
    • 1. 4. Практическая ценность
    • 1. 5. Апробация работы
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 11 МЕХАНИЗМЫ ПОДАВЛЕНИЯ ЭКСПРЕССИИ ГЕНОВ, ОПОСРЕДОВАННОГО РАЗНЫМИ КЛАССАМИ КОРОТКИХ РНК У ЖИВОТНЫХ
    • 2. 1. Введение
    • 2. 2. Класс siPHK
      • 2. 2. 1. Механизм продукции и функции siPHK
      • 2. 2. 2. Биологическая роль siPHK
    • 2. 3. Класс miPHK
      • 2. 3. 1. Механизм продукции и функции miPHK
      • 2. 3. 2. Биологическая роль miPHK
    • 2. 4. Класс rasiPHK и piPHK
      • 2. 4. 1. rasiPHK
      • 2. 4. 2. rasiPHK и гибридный дисгенез
      • 2. 4. 3. piPHK позвоночных
      • 2. 4. 4. Биологическая роль piPHK
    • 2. 5. Белки, участвующие в продукции и функции коротких РНК
      • 2. 5. 1. Белки Drosha
      • 2. 5. 2. Белки Dicer
      • 2. 5. 3. Белки, содержащие дцРНК-связывающие мотивы
      • 2. 5. 4. Семейство Argonaute
  • 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 3. 1. Биологические материалы
    • 3. 2. Генетические скрещивания
    • 3. 3. Продукция терминальных клонов, гомозиготных по мутации в гене dicer-1, с помощью митотической рекомбинации
    • 3. 4. Гистохимическая окраска органов на активность галактозидазы
    • 3. 5. Выделение тотальной РНК Drosophila для Northern-блот гибридизации, микрочипа и количественного RT-PCR
    • 3. 6. Дизайн проб для исследования экспрессии коротких РНК и анализ результатов, полученных с помощью микрочипа
    • 3. 7. Northern-блот гибридизация коротких молекул РНК
    • 3. 8. Анализ химической структуры rasiPHK и miPHK
    • 3. 9. Количественный RT-PCR
    • 3. 10. Иммунопреципитация коротких молекул РНК, взаимодействующих с Agol, Aubergine и PIWI
    • 3. 11. Western-блот анализ
  • 4. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 4. 1. Сравнение закономерностей процессинга rasiPHK и siPHK in vivo
    • 4. 2. Гены, необходимые для биогенеза rasiPHK
    • 4. 3. Продукция и функция rasiPHK не зависит от активности белка Dicer
    • 4. 4. Характеристика химической структуры rasiPHK
    • 4. 5. rasiPHK специфически взаимодействуют с PIWI подсемейством белков Argonaute
  • 5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
    • 5. 1. Преимущественное накопление антисмысловых rasiPHK
    • 5. 2. Роль белков Armitage, Spindle-E, PIWI, Aubergine в продукции и функции rasiPHK
    • 5. 3. Процессинг rasiPHK
    • 5. 4. Модификация 3' конца rasiPHK
    • 5. 5. Биогенез rasiPHK — третий независимый путь действия коротких РНК в герминалыюй ткани
    • 5. 6. Природная роль rasiPHK
    • 5. 7. Общность биогенеза rasiPHK и piPHK
  • 6. ВЫВОДЫ

Характеристика биогенеза rasiPHK в герминальной ткани Drosophila melanogaster (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

2.2. Класс siPHK 11.

2.2.1. Механизм продукции и функции siPHK 112.2.2. Биологическая роль siPHK 152.3. Класс miPHK 162.3.1. Механизм продукции и функции miPHK 162.3.2. Биологическая роль miPHK 202.4. Класс rasiPHK и piPHK 232.4.1. rasiPHK 232.4.2. rasiPHK и гибридный дисгенез 242.4.3. piPHK позвоночных 262.4.4. Биологическая роль piPHK 292.5. Белки, участвующие в продукции и функции коротких РНК 302.5.1. Белки Drosha 302.5.2. Белки Dicer 322.5.3. Белки, содержащие дцРНК-связывающие мотивы 352.5.4. Семейство Argonaute 363. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 423.1. Биологические материалы 423.2. Генетические скрещивания 433.3. Продукция терминальных клонов, гомозиготных по мутации в гене dicer-1, с помощью митотической рекомбинации 443.4. Гистохимическая окраска органов на активность галактозидазы 453.5. Выделение тотальной РНК Drosophila для Northern-блот гибридизации, микрочипа и количественного RT-PCR 463.6. Дизайн проб для исследования экспрессии коротких РНК и анализ результатов, полученных с помощью микрочипа 463.7. Northern-блот гибридизация коротких молекул РНК 473.8. Анализ химической структуры rasiPHK и miPHK 503.9. Количественный RT-PCR 513.10. Иммунопреципитация коротких молекул РНК, взаимодействующих с Agol, Aubergine и PIWI 523.11. Western-блот анализ 534. РЕЗУЛЬТАТЫ 554.1.Сравнение закономерностей процессинга rasiPHK и siPHK in vivo 554.2. Гены, необходимые для биогенеза rasiPHK 594.3. Продукция и функция rasiPHK не зависит от активности белка Dicer-1 644.4. Характеристика химической структуры rasiPHK 664.5. rasiPHK специфически взаимодействуют с PIWI подсемейством белков Argonaute 685. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ 725.1. Преимущественное накопление антисмысловых rasiPHK 725.2. Роль белков Armitage, Spindle-E, PIWI, Aubergine в продукции и функции rasiPHK 735.3. Процессинг rasiPHK 755.4. Модификация 3' конца rasiPHK 805.5. Биогенез rasiPHK — третий независимый путь действия коротких РНК в герминалыюй ткани 825.6. Природная роль rasiPHK 845.7. Общность биогенеза rasiPHK и piPHK 886. ВЫВОДЫ 937.

ЛИТЕРАТУРА

94 БЛАГОДАРНОСТИ 110Список сокращенийдцРНК двуцепочечная РНКнк. нуклеотидовт.п.н. тысяч пар нуклеотидовРНКи РНК интерференцияsiPHK small interfering РНКmiPHK micro РНКpri-miPHK primary miPHKpre-miPHK precursor miPHKrasiPHK repeat-associated small interfering РНКpiPHK piwi interacting РНКRISC RNA interfering silencing, complexRLC RISC Loading ComplexAgo Argonautedcr-1 dicer-1dcr-2 dicer-2loqs loquaciousspn-E spindle-Earmi armitageaub aubergine3'HTP 3' Нетранслируемый РайонIRES Internal Ribosome Entry SiteSuppressor of Stellate Su (Ste) Stellate Ste.

6. Выводы.

Исследован процесс биогенеза rasiPHK (repeat-associated small interfering RNA), отвечающих за подавление экспрессии повторяющихся элементов генома, представленных тандем-ными повторами Stellate и копиями мобильных элементов.

1. Биогенез rasiPHK, соответствующих повторам Stellate и мобильным элементам, сопровождается преимущественным накоплением антисмысловой цепи РНК.

2. Продукция rasiPHK не зависит от активности белков Dicer-1 или Dicer-2.

3. Гены, участвующие в образовании и функционировании miPHK (dicer-1, loqs) или siPHK (dicer-2, r2d2, ago2), не нужны для опосредованного rasiPHK подавления экспрессии повторяющихся элементов генома.

4. Выявлены 4 гена, необходимые для стабильности и функции rasiPHK: aubergine и piwi, кодирующие PIWI белки семейства Argonautearmitage и spindle-E, кодирующие РНК-хеликазы семейства DEAD-box.

5. Показано, что PIWI белки семейства Argonaute специфически взаимодействуют с rasiPHK, несущими блокированный 3' конец, но пе с miPHK.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Aravin, A. A., Sachidanandam, R., Girard, A., Fejes-Toth, K., and Hannon, G. J. (2007). Developmental^ Regulated piRNA Clusters Implicate MILI in Transposon Control. Science.
  2. Ashraf, S. I., McLoon, A. L., Sclarsic, S. M., and Kunes, S. (2006). Synaptic protein synthesis associated with memory is regulated by the RISC pathway in Drosophila. Cell 124, 191−205.
  3. Bagga, S., Bracht, J., Hunter, S., Massirer, K., Holtz, J., Eachus, R., and Pasquinelli, A. E. (2005). Regulation by let-7 and lin-4 miRNAs results in target mRNA degradation. Cell 122,553−563.
  4. , D. P. (2004). MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell 116,281−297.
  5. , B. L. (2000). Double-stranded RNA as a template for gene silencing. Cell 101, 235−238.
  6. Bhattacharyya, S. N., Habermacher, R., Martine, U., Closs, E. I., and Filipowicz, W. (2006). Relief of microRNA-mediated translational repression in human cells subjected to stress. Cell 125,1111−1124.
  7. Biemont, C., Ronsseray, S, Anxolabehere, D., Izaabel, H., and Gautier, C. (1990). Localization of P elements, copy number regulation, and cytotype determination in Drosophila melanogaster. Genet Res 56, 3−14.
  8. Blaszczyk, J., Tropea, J. E., Bubunenko, M., Routzahn, К. M., Waugh, D. S., Court, D. L., and Ji, X. (2001). Crystallographic and modeling studies of RNase III suggest a mechanism for double-stranded RNA cleavage. Structure 9,1225−1236.
  9. Blumenstiel, J. P., and Hartl, D. L. (2005). Evidence for maternally transmitted small interfering RNA in the repression of transposition in Drosophila virilis. Proc Natl Acad Sci U S A102, 15 965−15 970.
  10. , M. Т., Czaplinski, K., and Gorlich, D. (2004). Exportin 5 is a RanGTP-dependent dsRNA-binding protein that mediates nuclear export of pre-miRNAs. Rna 10, 185−191.
  11. Brennecke, J., Aravin, A. A., Stark, A., Dus, M., Kellis, M., Sachidanandam, R., and Hannon, G. J. (2007). Discrete small RNA-generating loci as master regulators of transposon activity in Drosophila. Cell 128,1089−1103.
  12. Cai, X., Hagedorn, С. H., and Cullen, B. R. (2004). Human microRNAs are processed from capped, polyadenylated transcripts that can also function as mRNAs. Rna 10, 1957−1966.
  13. Carmell, M. A., Xuan, Z., Zhang, M. Q., and Hannon, G. J. (2002). The Argonaute family: tentacles that reach into RNAi, developmental control, stem cell maintenance, and tumorigenesis. Genes Dev 16, 2733−2742.
  14. , R. W. (2006). Gene regulation by microRNAs. Curr Opin Genet Dev 16, 203−208.
  15. Caudy, A. A., Myers, M., Hannon, G. J., and Hammond, S. M. (2002). Fragile X-related protein and VIG associate with the RNA interference machinery. Genes Dev 16,2491−2496.
  16. Cha, B. J., Serbus, L. R., Koppetsch, B. S., and Theurkauf, W. E. (2002). Kinesin I-dependent cortical exclusion restricts pole plasm to the oocyte posterior. Nat Cell Biol 4, 592−598.
  17. Chapman, E. J., Prokhnevsky, A. I., Gopinath, K., Dolja, V. V., and Carrington, J. C. (2004). Viral RNA silencing suppressors inhibit the microRNA pathway at an intermediate step. Genes Dev 75,1179−1186.
  18. Chen, C. Z., Li, L., Lodish, H. F., and Bartel, D. P. (2004). MicroRNAs modulate hematopoietic lineage differentiation. Science 303, 83−86.
  19. Chen, Y., Pane, A., and Sehupbach, T. (2007). Cutoff and aubergine mutations result in retrotransposon upregulation and checkpoint activation in Drosophila. Curr Biol 17, 637−642.
  20. Cook, H. A., Koppetsch, B. S., Wu, J., and Theurkauf, W. E. (2004). The Drosophila SDE3 homolog armitage is required for oskar mRNA silencing and embryonic axis specification. Cell 116, 817−829.
  21. Cox, D. N., Chao, A., Baker, J., Chang, L., Qiao, D., and Lin, H. (1998). A novel class of evolutionarily conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal. Genes Dev 12, 3715−3727.
  22. Cox, D. N., Chao, A., and Lin, H. (2000). piwi encodes a nucleoplasmic factor whose activity modulates the number and division rate of germline stem cells. Development 727,503−514.
  23. Danilevskaya, O. N., Traverse, K. L., Hogan, N. C., DeBaryshe, P. G., and Pardue, M. L. (1999). The two Drosophila telomeric transposable elements have very different patterns of transcription. Mol Cell Biol 19, 873−881.
  24. Deshpande, G., Calhoun, G., and Schedl, P. (2005). Drosophila argonaute-2 is required early in embryogenesis for the assembly of centric/centromeric heterochro-matin, nuclear division, nuclear migration, and germ-cell formation. Genes Dev 19, 1680−1685.
  25. Deshpande, G., Calhoun, G., and Schedl, P. (2006). The drosophila fragile X protein dFMRl is required during early embryogenesis for pole cell formation and rapid nuclear division cycles. Genetics 174,1287−1298.
  26. Desset, S., Meignin, C., Dastugue, В., and Vaury, C. (2003). COM, a heterochromatic locus governing the control of independent endogenous retroviruses from Drosophila melanogaster. Genetics 164, 501−509.
  27. Du, Т., and Zamore, P. D. (2005). microPrimer: the biogenesis and function of mi-croRNA. Development 132, 4645−4652.
  28. Engels, W. R., and Preston, C. R. (1979). Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster: the biology of female and male sterility. Genetics 92, 161−174. Ephrussi, A., and Lehmann, R. (1992). Induction of germ cell formation by oskar, Nature 358, 387−392.
  29. Eulalio, A., Behm-Ansmant, I., and Izaurralde, E. (2007a). P bodies: at the crossroadsof post-transcriptional pathways. Nat Rev Mol Cell Biol 8, 9−22.
  30. Eulalio, A., Behm-Ansmant, I., Schweizer, D., and Izaurralde, E. (2007b). P-bodyformation is a conscquence, not the cause of RNA-mediated gene silencing. Mol Cell1. Biol.
  31. Fritz, J. H., Girardin, S. E., and Philpott, D. J. (2006). Innate immune defense through RNA interference. Sci STKE 2006, pe27.
  32. Galiana-Arnoux, D., Dostert, C., Schneemann, A., Hoffmann, J. A., and Imler, J. L. (2006). Essentia. function in vivo for Dicer-2 in host defense against RNA viruses in drosophila. Nat Immunol 7, 590−597.
  33. Georgiev, P. G., Kiselev, S. L., Simonova, О. В., and Gerasimova, Т. I. (1990). A novel transposition system in Drosophila melanogaster depending on the Stalker mobile genetic element. Embo J 9,2037−2044.
  34. Gilboa, L., and Lehmann, R. (2004). How different is Venus from Mars? The genetics of germ-line stem cells in Drosophila females and males. Development 131,48 954 905.
  35. Gillespie, D. E., and Berg, C. A. (1995). Homeless is required for RNA localization in Drosophila oogenesis and encodes a new member of the DE-H family of RNA-dependent ATPases. Genes Dev 9,2495−2508.
  36. Gregory, R. I., Yan, K. P., Amuthan, G., Chendrimada, Т., Doratotaj, В., Cooch, N., and Shiekhattar, R. (2004). The Microprocessor complex mediates the genesis of microRNAs. Nature 432,235−240.
  37. , Т. M. (2005). Structure and function of argonaute proteins. Structure 13,14 031 408.
  38. , S. M. (2005). Dicing and slicing: the core machinery of the RNA interference pathway. FEBS Lett 579,5822−5829.
  39. Hammond, S. M., Boettcher, S., Caudy, A. A., Kobayashi, R., and Hannon, G. J. (2001). Argonaute2, a link between genetic and biochemical analyses of RNAi. Science 293,1146−1150.
  40. Han, J., Lee, Y., Yeom, К. H., Kim, Y. K., Jin, H., and Kim, V. N. (2004). The Drosha-DGCR8 complex in primary microRNA processing. Genes Dev 18, 30 163 027.
  41. Hatfield, S. D., Shcherbata, H. R., Fischer, K. A., Nakahara, K., Carthew, R. W., and Ruohola-Baker, H. (2005). Stem cell division is regulated by the microRNA pathway. Nature 435,974−978.
  42. Haynes, K. A., Caudy, A. A., Collins, L., and Elgin, S. C. (2006). Element 1360 and RNAi components contribute to HP 1-dependent silencing of a pericentric reporter. Curr Biol 16, 2222−2227.
  43. Kataoka, Y., Takeichi, M., and Uemura, T. (2001). Developmental roles and molecular characterization of a Drosophila homologue of Arabidopsis Argonaute 1, the founder of a novel gene superfamily. Genes Cells 6, 313−325.
  44. Kotaja, N., Lin, H., Parvinen, M., and Sassone-Corsi, P. (2006b). Interplay of PIWI/Argonaute protein MIWI and kinesin KIF17b in chromatoid bodies of male germ cells. J Cell Sci 119,2819−2825.
  45. Kotaja, N., and Sassone-Corsi, P. (2007). The chromatoid body: a germ-cell-specific RNA-processing centre. Nat Rev Mol Cell Biol 8, 85−90.
  46. Krishnan, V., Nirantar, S., Crasta, K., Cheng, A. Y., and Surana, U. (2004). DNA replication checkpoint prevents precocious chromosome segregation by regulating spindle behavior. Mol Cell 16, 687−700.
  47. Marin, L., Lehmann, M., Nouaud, D., Izaabel, H., Anxolabehere, D., and Ronsseray, S. (2000). P-Element repression in Drosophila melanogaster by a naturally occurring defective telomeric P copy. Genetics 155, 1841−1854.
  48. Martinez, J., and Tuschl, T. (2004). RISC is a 5' phosphomonoester-producing RNA endonuclease. Genes Dev 18, 975−980.
  49. Matranga, С., Tomari, Y., Shin, C., Bartel, D. P., and Zamore, P. D. (2005). Passenger-strand cleavage facilitates assembly of siRNA into Ago2-containing RNAi enzyme complexes. Cell 123,607−620.
  50. Matzke, M., and Matzke, A. J. (2006). Plants, RNAi, and the Nobel Prize. Science 314, 1242−1243.
  51. Meister, G., and Tuschl, T. (2004). Mechanisms of gene silencing by double-stranded RNA. Nature 431, 343−349.
  52. Mevel-Ninio, M., Pelisson, A., Kinder, J., Campos, A. R., and Bucheton, A. (2007). The flamenco Locus Controls the gypsy and ZAM Retroviruses and Is Required for Drosophila Oogenesis. Genetics 175,1615−1624.
  53. Ohara, Т., Sakaguchi, Y., Suzuki, Т., Ueda, H., Miyauchi, K., and Suzuki, T. (2007). The 3' termini of mouse Piwi-interacting RNAs are 2'-0-methylated. Nat Struct Mol Biol 14, 349−350.
  54. Oikemus, S. R., McGinnis, N., Queiroz-Machado, J., Tukachinsky, H., Takada, S., Sunkel, С. E., and Brodsky, M. H. (2004). Drosophila atm/telomere fusion is required for telomeric localization of HP1 and telomere position effect. Genes Dev 18, 18 501 861.
  55. Oikemus, S. R., Queiroz-Machado, J., Lai, K., McGinnis, N., Sunkel, C., and Brodsky, M. H. (2006). Epigenetic telomere protection by Drosophila DNA damage response pathways. PLoS Genet 2, e71.
  56. Okamura, K., Ishizuka, A., Siomi, H., and Siomi, M. C. (2004). Distinct roles for Argonaute proteins in small RNA-directed RNA cleavage pathways. Genes Dev 18, 1655−1666.
  57. Olsen, P. H., and Ambros, V. (1999). The lin-4 regulatory RNA controls developmental timing in Caenorhabditis elegans by blocking LIN-14 protein synthesis after the initiation of translation. Dev Biol 216,671−680.
  58. Pal-Bhadra, M., Leibovitch, B. A., Gandhi, S. G., Rao, M, Bhadra, U., Birchler, J. A., and Elgin, S. C. (2004). Heterochromatic silencing and HP1 localization in Drosophila are dependent on the RNAi machinery. Science 303, 669−672.
  59. Parker, J. S., and Barford, D. (2006). Argonaute: A scaffold for the function of short regulatory RNAs. Trends Biochem Sci 31, 622−630.
  60. Parker, J. S., Roe, S. M., and Barford, D. (2004). Crystal structure of a PIWI protein suggests mechanisms for siRNA recognition and slicer activity. Embo J 23, 47 274 737.
  61. , A. (1981). The I--R system of hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster: are I factor insertions responsible for the mutator effect of the I--R interaction? Mol Gen Genet 183, 123−129.
  62. Petrov, D. A., Schutzman, J. L., Hartl, D. L., and Lozovskaya, E. R. (1995). Diverse transposable elements are mobilized in hybrid dysgenesis in Drosophila virilis. Proc Natl Acad Sei U S A 92, 8050−8054.
  63. Pham, J. W., and Sontheimer, E. J. (2005). Molecular requirements for RNA-induced silencing complex assembly in the Drosophila RNA interference pathway. J Biol Chem 280, 39 278−39 283.
  64. Pillai, R. S., Artus, C. G., and Filipowicz, W. (2004). Tethering of human Ago proteins to mRNA mimics the miRNA-mediated repression of protein synthesis. Rna 10, 1518−1525.
  65. Pillai, R. S" Bhattacharyya, S. N. Artus, C. G., Zoller, Т., Cougot, N., Basyuk, E., Bertrand, E., and Filipowicz, W. (2005). Inhibition of translational initiation by Let-7 MicroRNA in human cells. Science 309, 1573−1576.
  66. Qi, Y., and Hannon, G. J. (2005). Uncovering RNAi mechanisms in plants: biochemistry enters the foray. FEBS Lett 579, 5899−5903.
  67. Rao, P. K., Kumar, R. M., Farkhondeh, M., Baskerville, S., and Lodish, H. F. (2006). Myogenic factors that regulate expression of muscle-specific microRNAs. Proc Natl Acad Sci U S A103, 8721−8726.
  68. Reddien, P. W., Oviedo, N. J., Jennings, J. R., Jenkin, J. C., and Sanchez Alvarado, A. (2005). SMEDWI-2 is a PlWI-like protein that regulates planarian stem cells. Science 310,1327−1330.
  69. Rehwinkel, J., Behm-Ansmant, I., Gatfield, D., and Izaurralde, E. (2005). A crucial role for GW182 and the DCPLDCP2 decapping complex in miRNA-mediated gene silencing. Rna 11,1640−1647.
  70. Reinhart, B. J., Slack, F. J., Basson, M., Pasquinelli, A, E., Bettinger, J. C., Rougvie,
  71. A. E., Horvitz, H. R., and Ruvkun, G. (2000). The 21-nucleotide let-7 RNA regulatesdevelopmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature 403, 901−906.
  72. Reiss, D., Josse, Т., Anxolabehere, D., and Ronsseray, S. (2004). aubergine mutationsin Drosophila melanogaster impair P cytotype determination by telomeric P elementsinserted in heterochromatin. Mol Genet Genomics 272,336−343.
  73. Riechmann, V., and Ephrussi, A. (2001). Axis formation during Drosophila oogenesis.
  74. Curr Opin Genet Dev 11, 374−383.
  75. Rivas, F. V., Tolia, N. H., Song, J. J., Aragon, J. P., Liu, J., Hannon, G. J., and Joshua-Tor, L. (2005). Purified Argonaute2 and an siRNA form recombinant human RISC. Nat Struct Mol Biol 12, 340−349.
  76. Robert, V., Prud’homme, N., Kim, A., Bucheton, A., and Pelisson, A. (2001). Characterization of the flamenco region of the Drosophila melanogaster genome. Genetics 158, 701−713.
  77. Roche, S. E., and Rio, D. C. (1998). Trans-silencing by P elements inserted in subte-lomeric heterochromatin involves the Drosophila Polycomb group gene, Enhancer of zeste. Genetics 149,1839−1855.
  78. Saito, K., Ishizuka, A., Siomi, H., and Siomi, M. C. (2005). Processing of pre-microRNAs by the Dicer-1-Loquacious complex in Drosophila cells. PLoS Biol 3, e235.
  79. Sarot, E., Payen-Groschene, G., Bucheton, A., and Pelisson, A. (2004). Evidence for a piwi-dependent RNA silencing of the gypsy endogenous retrovirus by the Drosophila melanogaster flamenco gene. Genetics 166,1313−1321.
  80. Sasaki, Т., Shiohama, A., Minoshima, S., and Shimizu, N. (2003). Identification of eight members of the Argonaute family in the human genome small star, filled. Genomics 82, 323−330.
  81. Savitsky, M., Kravchuk, 0., Melnikova, L., and Georgiev, P. (2002). Heterochromatin protein 1 is involved in control of telomere elongation in Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol 22,3204−3218.
  82. Savitsky, M., Kwon, D., Georgiev, P., Kalmykova, A., and Gvozdev, V. (2006). Telomere elongation is under the control of the RNAi-based mechanism in the Drosophila germline. Genes Dev 20, 345−354.
  83. Schupbach, Т., and Wieschaus, E. (1991). Female sterile mutations on the second chromosome of Drosophila melanogaster. II. Mutations blocking oogenesis or altering egg morphology. Genetics 129,1119−1136.
  84. Sheen, F. M., and Levis, R. W. (1994). Transposition of the LINE-like retrotransposon TART to Drosophila chromosome termini. Proc Natl Acad Sci U S A 91,1 251 012 514.
  85. Sheth, U., and Parker, R. (2003). Decapping and decay of messenger RNA occur in cytoplasmic processing bodies. Science 300, 805−808.
  86. Sigova, A., Vagin, V., and Zamore, P. D. (2006). Measuring the Rates of Transcriptional Elongation in the Female Drosophila melanogaster Germ Line by Nuclear Run-on. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 71, 335−341.
  87. Siomi, H., and Dreyfuss, G. (1997). RNA-binding proteins as regulators of gene expression. Curr Opin Genet Dev 7, 345−353.
  88. Slack, F., and Ruvkun, G. (1997). Temporal pattern formation by heterochronic genes. Annu Rev Genet 31,611−634.
  89. Stark, A., Brennecke, J., Russell, R. В., and Cohen, S. M. (2003). Identification of Drosophila MicroRNA targets. PLoS Biol 1, E60.
  90. Tijsterman, M., Kctting, R. F., Okihara, K. L., Sijen, Т., and Plasterk, R. H. (2002). RNA helicase MUT-14-dependent gene silencing triggered in C. elegans by short an-tisense RNAs. Sciencc 295, 694−697.
  91. Tkaczuk, K. L., Obarska, A., and Bujnicki, J. M. (2006). Molecular phylogeneties and comparative modeling of HEN1, a methyltransferasc involved in plant microRNA biogenesis. BMC Evol Biol 6, 6.
  92. Tolia, N. H., and Joshua-Tor, L. (2007). Slicer and the argonautes. Nat Chem Biol 3, 36−43.
  93. Tomari, Y., Matranga, C., Haley, В., Martinez, N., and Zamore, P. D. (2004b). A protein sensor for siRNA asymmetry. Science 306, 1377−1380.
  94. Tomari, Y., and Zamore, P. D. (2005a). MicroRNA biogenesis: drosha can’t cut it without a partner. Curr Biol 15, R61−64.
  95. Tomari, Y., and Zamore, P. D. (2005b). Perspective: machines for RNAi. Genes Dev 19, 517−529.
  96. Vagin, V. V., Sigova, A., Li, C., Seitz, H., Gvozdev, V., and Zamore, P. D. (2006). A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline. Science 313, 320−324.
  97. Wang, X. H., Aliyari, R., Li, W. X., Li, H. W., Kim, K., Carthew, R., Atkinson, P., and Ding, S. W. (2006). RNA interference directs innate immunity against viruses in adult Drosophila. Science 312,452−454.
  98. Wang, Y., Medvid, R., Melton, C., Jaenisch, R., and Blelloch, R. (2007). DGCR8 is essential for microRNA biogenesis and silencing of embryonic stem cell self-renewal. Nat Genet JP, 380−385.
  99. Yekta, S., Shih, I. H., and Bartel, D. P. (2004). MicroRNA-directed cleavage of HOXB8 mRNA. Science 304,594−596.
  100. Yeom, К. H., Lee, Y., Han, J., Suh, M. R., and Kim, V. N. (2006). Characterization of DGCR8/Pasha, the essential cofactor for Drosha in primary miRNA processing. Nucleic Acids Res 34,4622−4629.
  101. Zambon, R. A., Vakharia, V. N., and Wu, L. P. (2006). RNAi is an antiviral immune response against a dsRNA virus in Drosophila melanogaster. Cell Microbiol 8, 880 889.
  102. , P. D. (2006). RNA interference: big applause for silencing in Stockholm. Cell 127,1083−1086.
  103. Zamore, P. D., Tuschl, Т., Sharp, P. A., and Bartel, D. P. (2000). RNAi: double-stranded RNA directs the ATP-dependent cleavage of mRNA at 21 to 23 nucleotide intervals. Cell 101, 25−33.
  104. Zhang, H., Kolb, F. A., Jaskiewicz, L., Westhof, E., and Filipowicz, W. (2004a). Single processing center models for human Dicer and bacterial RNase III. Cell 118, 5768.
  105. Zhang, Y. Q., Friedman, D. В., Wang, Z., Woodruff, E., 3rd, Pan, L., O’Donnell, J., and Broadie, K. (2005). Protein expression profiling of the drosophila fragile X mutant brain reveals up-regulation of monoamine synthesis. Mol Cell Proteomics 4,278 290.
  106. Особенно хочу поблагодарить Наталию Наумову, Михаила Кленова, Оксану Оленкину, Сергея Рязанского, Юрия Абрамова, Льва Усакина за помощь в работе и прекрасный коллектив.
Заполнить форму текущей работой

Сдать сессию!